Risoluzione Dei Problemi Relativi Ai Gel Per Elettroforesi Del DNA

Recentemente, diversi utenti hanno condiviso per noi di aver riscontrato alcune difficoltà con i gel per elettroforesi del DNA.

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Niente fiocchi e fronte gelido.Il campione relativo al pozzo non tocca il fondo.Il campione arriva insieme al pozzo.I nastri sono propagati verticalmente.Ci sono troppi gruppi.Il gel della pelle scorre in modo anomalo lentamente.Il gel funziona in modo insolito rapidamente.Bande proteiche troppo vicine tra piedi nudi e scarpe (non completamente risolte)

Possibili cause Raccomandazioni Preparazione dei gel per la pelle Gel denso
  • Quando si versano gel di agarosio orizzontali, rendere il liquido spesso 3-4 mm. Gel con uno spessore superiore a soli 5 mm possono causare la caduta della banda durante l’elettroforesi.
Poco sviluppato
  • Pulisci gel.comb internamente prima di applicare il gel.
  • Per evitare che il campione scorra attraverso il nostro fondo del gel e tinga le strisce del campione, non urtare i pettini sul fondo presumibilmente esteso del gel.
  • Evita di riempire eccessivamente questo contenitore con il gel, poiché ciò porterà inevitabilmente all’associazione dei pozzetti.
  • Lasciare le rientranze abbastanza a lungo prima di rimuovere generalmente il pettine.
  • Se il gel si irrigidisce troppo spesso, rimuovi il pettine con forza e in modo uniforme per evitare di danneggiare alcune scanalature.
Tipo di gel sbagliato
  • Per gli acidi nucleici a filamento singolo correlati all’elettroforesi (ad es. RNA), preparare ogni gel denaturante per una scissione efficiente. Al contrario, evitare di utilizzare soluzioni denaturanti con campioni di DNA a doppio filamento.
Preparazione del campione campione inondato
  • Non utilizzare oltre l’inevitabile numero di campioni di prova per l’elettroforesi; In genere si consiglia da 0,1 a 0,2 µg di campione per millimetro che interessa la larghezza del pozzetto del gel. Strisce di trascinamento distorte da strisce a forma di U che sembrano fondersi sono comuni sebbene si utilizzino gel raggruppati.
Campione rotto
  • Assicurarsi che i reagenti raccolti siano di qualità fisica molecolare, ma che il materiale di laboratorio sia quasi certamente privo di nucleasi. Quando si maneggiano gli acidi nucleici, in particolare durante la supervisione degli acidi nucleici, seguire le buone pratiche di laboratorio scientifiche (es. indossare guanti da lavoro, evitare la contaminazione da nucleasi, lavorare nelle stanze, biglietti, ecc.).
Campione ad alta salinità
  • Assicurati che tutta la concentrazione di sale nel carico d’urto sia compatibile con gel molto piccolo; assottigliare l’etichetta di caricamento se inevitabile.
  • Se l’intero processo dell’acido nucleico è già sullo schermo dell’oceano alto, diluire il campione dotato di acqua di rubinetto priva di nucleasi prima di aggiungere l’ostacolo di carico. Se necessario, purificare o precipitare quel campione di acido nucleico e risospendere le cose in acqua priva di nucleasi per rimuovere il sale immagazzinato.
Campione ad alto contenuto proteico
  • Una proteina rilevata nel campione può interferire oltre alla mobilità del campione presente nel gel. Rimuovere la proteina pulendo, o forse anche un campione, dissociare per denaturare la proteina rivendicando il campione al carico, assorbendo i coloranti con SDS e raffreddando prima del caricamento.
Bufferdownload incompatibili
  • Per l’elettroforesi dell’acidità nucleica a filamento singolo, utilizzare un colorante di caricamento contenente denaturante, quindi cuocere la pratica per evitare duplex indesiderati.
  • Per l’elettroforesi del DNA a doppio filamento, caricando il colorante perché soffre di denaturazione, evitare di riscaldare un adesivo e non riscaldare per mantenere la struttura duplex.
Gellauf Bolle su internet di esempio
  • Assicurarsi che n’ bolle d’aria si formino durante il buffering del campione per evitare la deformazione della rimozione.
Caricabatterie vecchio
  • Evitare di perforare il pattern con questi puntali speciali per pipette durante il caricamento del campione.
Campioni di acqua da pozzi con derivati ​​di acrilammide e/o anche urea
  • Quando si preparano i gel di poliacrilammide, sciacquare i residui (e l’urea di acrilammide nel caso compresi i gel denaturanti) dai pozzetti dopo aver prelevato il campione.
Tensione molto bassa o ottima
  • Applicare tensenot in conformità con le raccomandazioni per la gamma di tipi consigliati dei colori dell’acido nucleico e il tampone di lavoro utilizzato. Voltaggi molto bassi o alti possono in particolare portare a una risoluzione subottimale quando si organizzano gli acidi nucleici.
Tempo molto breve o infinito
  • Lasciare agire il gel abbastanza a lungo da garantire che le sue striature si assorbano correttamente. Tuttavia, tempi di ultima analisi eccessivamente lunghi possono comportare un eccessivo riscaldamento, denaturazione dei campioni biologici e diffusione degli anelli.
Buffer di esecuzione incompatibile
  • Assicurati che il gel speciale sia normalmente adatto alla preparazione e al tapis roulant più importante e che sia adeguatamente preparato.
  • Utilizzare la corretta barriera elettroforetica ad alto tampone entro 2 ore.
Esempio di rendering Streaming su nastro
  • Evitare la conservazione del gel oltre a questo lungo ritardo nel completamento dell’elettroforesi e dell’imaging del gel associati al centro. Bande di molecole più piccole possono diffondersi in base alla colorazione del particolare acido nucleico incorporato nel gel.
Corsie mobili
  • Usa la frazione di gel, la tensione in aggiunta a quel tempo di transito per separare i gioielli provenienti da tutti della stessa dimensione molecolare. Le strisce vaganti spesso sembrano un quartetto d’archi diffuso, più consistente e brillante.
Fotocamera sfocata
  • Quando leggi il gel attraverso il contatto, assicurati che la fotocamera sia a fuoco per vederlo su questi schermi.

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